一、服务概况

嘉美生物Transwell细胞侵袭检测是一种体外模拟肿瘤细胞穿透基底膜能力的经典实验方法，主要用于评估恶性肿瘤细胞的侵袭转移能力。该技术在肿瘤转移机制研究、抗肿瘤药物筛选、基因功能验证及靶向治疗评估等领域具有不可替代的应用价值。

Transwell小室是一个具有通透性杯状装置，核心部件是聚碳酸酯膜，膜上方覆盖基质胶（Matrigel）模拟细胞外基质（ECM）。细胞若要穿过膜进入下室，必须先分泌基质金属蛋白酶（MMPs）将基质胶降解，这一过程高度模拟了肿瘤细胞从原发灶突破基底膜、侵入邻近组织的体内转移行为。Transwell检测服务可针对肿瘤细胞、免疫细胞及原代细胞等多种样本类型提供全流程技术支持，适用于不同种属、不同组织来源的细胞株。

二、技术原理

Transwell侵袭实验与迁移实验的核心区别在于是否铺胶：未铺胶检测的是细胞迁移能力，即细胞在趋化因子诱导下穿过膜孔的运动能力；铺胶后检测的是细胞侵袭能力，模拟细胞穿透体内ECM屏障的过程。

实验采用的双室体系如下：在小室（上室）中接种细胞，由于膜具有通透性，下室中高浓度血清或特定趋化因子形成梯度吸引细胞向下室定向运动。聚碳酸酯膜孔径通常为8μm，膜上预先铺有Matrigel基质胶。细胞必须主动分泌基质金属蛋白酶（MMPs）将基质胶降解，同时通过变形运动挤压自身穿过膜孔，最终黏附在膜背面。通过计数穿过膜的细胞数量，可定量反映细胞的侵袭能力——细胞侵袭能力越强，穿膜细胞数越多。

三、服务流程与技术路线

1、方案沟通：客户与技术人员确认实验目的、细胞类型、分组设置、药物处理条件等。

2、细胞培养与处理：对细胞进行扩增培养，如需药物或基因干扰处理，执行相应干预。

3、基质胶铺板：Matrigel基质胶于4℃过夜解冻，全程冰上操作；用预冷无血清培养基按1:8稀释，取50–60μL均匀铺至Transwell小室上室膜表面，避免气泡；37℃孵育2–4小时使基质胶凝固。

4、细胞饥饿与接种：实验前12–24小时将细胞换为无血清培养基进行饥饿处理，消除血清背景干扰；胰酶消化后以无血清培养基重悬，计数调整密度（通常5×10⁵个/mL）；取100–200μL细胞悬液接种至上室，细胞数约1–5×10⁵个/孔。

5、趋化条件建立：下室加入600–800μL含10%–20%FBS的完全培养基，形成趋化因子梯度；确保小室底部与液面间无气泡，否则阻断趋化作用。

6、孵育培养：37℃、5%CO₂培养箱中孵育，时间根据细胞类型而定（通常12–48小时，需预实验优化）。

7、固定与染色：取出小室，用湿棉签轻柔擦拭上室膜表面，去除未侵袭细胞和残留基质胶；小室浸入4%多聚甲醛固定20–30分钟；浸入0.1%结晶紫染色10–20分钟，PBS漂洗。

8、显微镜观察与计数：倒置显微镜下观察，每孔随机选取5个视野拍照，计数穿膜细胞数，取平均值。

9、报告交付：完成数据整理与统计分析，出具实验报告。

四、服务说明与样本要求

1、Transwell侵袭检测服务对细胞状态和质量要求较高，具体如下：

2、细胞样本：无论由客户提供或嘉美生物代购，细胞均需处于对数生长期、活力>95%、无细菌真菌及支原体污染。难转染或特殊细胞需提前说明。客户需提供细胞株名称、来源及培养条件（培养基、血清类型等）。常规细胞株可由嘉美生物代为购买。如细胞经过特殊处理（药物、病毒感染或质粒转染等），需提供处理方案及详细浓度、时间等信息。强烈建议为每个实验条件提供阴性对照组（无处理细胞），用于设门和排除背景干扰。

3、药品与试剂：客户可自备待测药物或试剂，需注明溶解性、保存条件及处理浓度方案；如预期复合物在侵袭实验中存在荧光干扰，需提前协商检测方式。

4、检测方案要求：实验前需清晰说明检测参数，包括（1）细胞类型及数量，（2）实验分组（不同药物浓度或不同基因型细胞），（3）检测时间点（24、48、72h等），（4）染色与计数方法要求。未经预实验优化条件的，嘉美生物可能先进行预实验确认合适接种密度和侵袭时间。

注：所有含传染性病原体样本须提前申报，以便实验在相应生物安全等级下进行。

五、交付内容

1、实验报告：详细记录实验方法、试剂信息、操作步骤及数据分析等。

2、原始数据：结晶紫染色计数数据及各视野穿膜细胞数。

3、显微图片：各实验组代表性侵袭细胞照片（结晶紫染色图像）。

4、统计图表：穿膜细胞数对比柱状图、统计分析结果及显著性标注。

服务周期：基础Transwell侵袭检测约7–10个工作日，预实验及复杂处理方案周期相应延长。客户可在实验前与技术人员确认具体时间安排。

六、应用领域

1、肿瘤转移机制研究：评估肿瘤细胞侵袭能力变化，解析侵袭相关基因和信号通路（如MMPs、EMT相关因子）的调控功能。

2、抗肿瘤药物筛选：检测候选药物对肿瘤细胞侵袭能力的抑制效果，为药物开发提供体外药效学依据。

3、基因功能研究：验证过表达或干扰特定基因后细胞侵袭表型的变化，鉴定转移相关新基因。

4、免疫细胞趋化研究：检测免疫细胞（如中性粒细胞、单核细胞、淋巴细胞）在趋化因子引导下的定向迁移和浸润能力。

5、干细胞与再生医学：评估干细胞在组织修复中的迁移或侵袭特性，辅助研究组织再生和移植效率。

6、胚胎发育研究：观察胚胎发育过程中细胞的定向迁移和侵入行为，解析发育相关信号通路。

7、抗血管生成评价：评估血管内皮细胞在抑制剂处理下穿透基底膜形成血管的能力。

8、化妆品与皮肤护理：检测活性成分是否影响皮肤细胞的迁移和伤口愈合能力。

七、常见问题（FAQ）

Q1：细胞迁移和细胞侵袭有什么区别？

A：迁移是细胞在趋化因子梯度诱导下穿过膜孔的运动能力，侵袭则要求细胞主动分泌基质金属蛋白酶降解基质胶屏障后方可穿过。侵袭实验更能模拟体内肿瘤细胞穿透ECM的真实生理过程，是评价细胞侵袭能力的核心指标。

Q2：如何确定细胞接种密度和侵袭时间？

A：接种密度需通过预实验优化——密度过高导致假阳性（未降解基质胶的细胞被动堆积在膜表面），过低则统计意义不足。一般建议1×10⁵个细胞/孔，具体因不同细胞侵袭能力而异。侵袭时间同样需预实验确定（通常12–48小时）：时间过长导致穿膜细胞过多无法计数，过短则穿膜细胞太少缺乏统计意义。建议在实验前与嘉美生物技术人员充分沟通，安排正式实验前的预实验优化方案。

Q3：基质胶铺胶时需要注意什么？

A：关键点包括：①所有操作在冰上进行，预热枪头、EP管和Transwell小室提前–20℃预冷，防止胶提前聚合；②基质胶与无血清培养基按1:8稀释（常用浓度约1mg/mL），垂直加入上室确保均匀铺平膜面；③铺胶后放入37℃培养箱孵育至少2–4h，使胶完全凝固形成稳定屏障；④移去小室底膜与下室液面的气体，防止气泡阻断趋化作用；⑤设置无基质胶对照孔，评价细胞迁移本底水平。

Q4：为什么需要用无血清培养基进行细胞饥饿处理？

A：血清中的生长因子和蛋白质可能干扰实验结果。细胞在含血清培养基中预培养后再更换无血清培养基接种至上室，饥饿处理12–24h可去除血清的影响，使细胞启动趋化过程时对下室趋化因子更敏感，确保计数穿膜细胞时更具特异性。

Q5：擦拭上室未侵袭细胞时需要注意什么？

A：固定和染色前，需用湿棉签非常轻柔地擦拭上室膜表面，去除未侵袭细胞及残留基质胶。力度必须轻柔、一致且仅擦拭一次，以保护已穿过膜的细胞并确保各组间操作一致性。擦拭应圆周或来回方向使细胞与基质胶充分移除。建议在染色前拍照确认擦拭充分且无横向胶体残留。

Q6：如何确保穿膜细胞计数结果的准确性？

A：可通过以下方式确保：①结晶紫染色后，每个样本在显微镜下至少随机选取5个不重叠视野（避开膜边缘）计数，取平均值作为侵袭细胞数；②计数应由同一实验者在盲法下进行数据记录，避免主观偏倚；③每个实验组至少设置3个复孔，通过统计学分析验证差异的可靠性。

Boyden小室侵袭实验。(A) 侵袭实验示意图。(1) 将HNSCC细胞接种于上室的BME上。(2) 细胞向趋化因子方向侵袭。
(B) 照片显示HNSCC细胞（箭头所示）已穿透BME。上图显示的侵袭程度低于下图。